Везде

ОФРоссийский физиологический журнал им. И.М. Сеченова Russian Journal of Physiology

  • ISSN (Print) 0869-8139
  • ISSN (Online) 2658-655X

РЕГУЛЯЦИЯ ВНУТРИКЛЕТОЧНОГО КАЛЬЦИЯ ПРИ ВЫСОКОЧАСТОТНОЙ РИТМИЧЕСКОЙ СТИМУЛЯЦИИ ДВГАТЕЛЬНОГО НЕРВНОГО ОКОНЧАНИЯ ЛЯГУШКИ

Вы можете
Код статьи
S2658655X25090096-1
DOI
10.7868/S2658655X25090096
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Самигуллин Д. В.
  • Аффилиация:
    Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра РАН
    Казанский национальный исследовательский технический университет им. А.Н. Туполева
Фатихов Н. Ф.
  • Аффилиация: Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра РАН
Хазиев Э. Ф.
  • Аффилиация: Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра РАН
Бухараева Э. А.
  • Аффилиация: Казанский институт биохимии и биофизики Казанского научного центра РАН
Том/ Выпуск
Том 111 / Номер выпуска 9
Страницы
1558-1575
Аннотация
В физиологических условиях химические синапсы, включая нервно-мышечные соединения, работают ритмически с разной частотой в зависимости от функционального типа мышц и состояния синаптического аппарата. Ионы кальция (Ca), входящие в аксоплазму через потенциал-зависимые Ca-каналы во время каждого потенциала действия, активируют экзоцитоз синаптических везикул и играют ключевую роль в модуляции секреторного процесса. Существенный вклад в динамику внутриклеточного Ca может вносить эндоплазматический ретикулум (ЭР), способный высвобождать ионы Ca посредством Ca-зависимого освобождения. Для отслеживания изменений внутриклеточного Ca применяются методы оптической регистрации с использованием Ca-чувствительных флуоресцентных красителей. Особое внимание при такой оценке необходимо уделять характеристикам связывания красителя с ионами Ca, а именно их аффинности, поскольку степень насыщения красителя влияет на параметры Ca-ответа. В данном исследовании для анализа изменений внутриклеточного содержания ионов Ca в нервно-мышечном синапсе кожно-грудинной мышцы лягушки () при ритмической стимуляции был использован низкоаффинный краситель Magnesium Green, который позволяет корректно оценивать Ca-сигналы. При увеличении частоты стимуляции двигательного нерва плавное нарастание Ca-ответа при частоте стимуляции 20 Гц сменялось двухфазным увеличением при 50 Гц и резким ростом при 70 Гц. Это свидетельствует о включении дополнительных источников Ca, каковым может быть ЭР. Блокирование рианодиновых и инозительных рецепторов устраняло возрастание Ca-ответа при повышенных частотах стимуляции нерва. Блокирование кальциевых ATФаз ЭР (SERCA) приводило к резкому увеличению Ca-ответа и устраняло его многофазность. Установлено, что изменение Ca-грангмента отражает накопление внутриклеточного Ca в аксоплазме и зависит от активности SERCA, рианодиновых и инозительных рецепторов. Применение низоаффинного флуоресцентного Ca-красителя дает возможность отслеживать включение этих систем в формирование внутриклеточного содержания основных ионов, определяющих процесс нейросекреции.
Ключевые слова
ионы кальция нервно-мышечное соединение рианодиновые рецепторы инозительные рецепторы кальциевые ATФазы
Дата публикации
21.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
14

Библиография

  1. 1. Katz B, Miledi R (1965) The Effect of Calcium on Acetylcholine Release from Motor Nerve Terminals. Proc R Soc B Biol Sci 161: 496–503. https://doi.org/10.1098/rspb.1965.0017
  2. 2. Schweizer FE, Betz H, Augustine GJ (1995) From vesicle docking to endocytosis: Intermediate reactions of exocytosis. Neuron 14: 689–696. https://doi.org/10.1016/0896-6273 (95)90213-9
  3. 3. Narita K, Akita T, Osanai M, Shirasaki T, Kijima H, Kuba K (1998) A Ca-induced Ca Release Mechanism Involved in Asynchronous Exocytosis at Frog Motor Nerve Terminals. J Gen Physiol 112: 593–609. https://doi.org/10.1085/jgp.112.5.593
  4. 4. Suzuki S ichi, Osanai M, Murase M, Suzuki N, Ito K, Shirasaki T, Narita K, Ohnuma K, Kuba K, Kijima H (2000) Ca dynamics at the frog motor nerve terminal. Pflugers Arch Eur J Physiol 440: 351–365. https://doi.org/10.1007/S004240000278
  5. 5. Narita K, Suzuki N, Himi N, Murayama T, Nakagawa T, Okabe N, Nakamura-Maruyama E, Hayashi N, Sakamoto I, Miyamoto O, Kuba K (2019) Effects of intravesicular loading of a Ca chelator and depolymerization of actin fibers on neurotransmitter release in frog motor nerve terminals. Eur J Neurosci 50: 1700–1711. https://doi.org/10.1111/ejn.14353
  6. 6. Galante M, Marty A (2003) Presynaptic Ryanodine-Sensitive Calcium Stores Contribute to Evoked Neurotransmitter Release at the Basket Cell-Purkinje Cell Synapse. J Neurosci 23: 11229–11234. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.23-35-11229.2003
  7. 7. Emptage NJ, Reid CA, Fine A (2001) Calcium stores in hippocampal synaptic boutons mediate short-term plasticity, store-operated Ca entry, and spontaneous transmitter release. Neuron 29: 197–208. https://doi.org/10.1016/S0896-6273 (01)00190-8
  8. 8. Conti R, Tan YP, Llano I (2004) Action Potential-Evoked and Ryanodine-Sensitive Spontaneous Ca Transients at the Presynaptic Terminal of a Developing CNS Inhibitory Synapse. J Neurosci 24: 6946–6957. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1397-04.2004
  9. 9. Smith AB, Cunnane TC (1996) Ryanodine-sensitive calcium stores involved in neurotransmitter release from sympathetic nerve terminals of the guinea-pig. J Physiol 497: 657–664. https://doi.org/10.1113/JPHYSIOL.1996.SP021797
  10. 10. Verkhratsky A (2005) Physiology and pathophysiology of the calcium store in the endoplasmic reticulum of neurons. Physiol Rev 85: 201–279. https://doi.org/10.1152/physrev.00004.2004
  11. 11. McGraw CF, Somlyo AV, Blaustein MP (1980) Localization of calcium in presynaptic nerve terminals. An ultrastructural and electron microprobe analysis. J Cell Biol 85: 228–241. https://doi.org/10.1083/JCB.85.2.228
  12. 12. Hartter DE, Burton PR, Laveri LA (1987) Distribution and calcium-sequestering ability of smooth endoplasmic reticulum in olfactory axon terminals of frog brain. Neuroscience 23: 371–386. https://doi.org/10.1016/0306-4522 (87)90297-1
  13. 13. Bouchard R, Pattarini R, Geiger JD (2003) Presence and functional significance of presynaptic ryanodine receptors. Prog Neurobiol 69: 391–418. https://doi.org/10.1016/S0301-0082 (03)00053-4
  14. 14. Castelón OJ, Apkarian RP (1992) Conventional and high resolution scanning electron microscopy of outer and inner surface features of cerebellar nerve cells. J Submicrosc Cytol Pathol 24: 549–562.
  15. 15. Blaustein MP, McGraw CF, Somlyo AV, Schweitzer ES (1980) How is the cytoplasmic calcium concentration controlled in nerve terminals? J Physiol (Paris) 76: 459–470.
  16. 16. Westrum LE, Gray EG (1986) New observations on the substructure of the active zone of brain synapses and motor endplates. Proc R Soc London Ser B Biol Sci 229: 29–38. https://doi.org/10.1098/rspb.1986.0072
  17. 17. Балезина ОП, Богacheва ПО, Орлова ТЮ (2007) Влияние блокаторов L-типа кальциевых каналов на активность вновь образованных синапсов у мышей. Bull Exp Biol Med 143: 171–174. @@Balczina OP, Bogacheva PO, Orlova TY (2007) Effect of L-type calcium channel blockers on activity of newly formed synapses in mice. Bull Exp Biol Med 143: 171–174. https://doi.org/10.1007/s10517-007-0041-y
  18. 18. Балезина ОП, Букин АН, Лаптева ВИ (2001) Влияние дантролена и рианодина на вызванную активность нервно-мышечных синапсов у мышей. 87: 1511–1517. @@Balezina OP, Bukin AN, Lapteva VI (2001) Effects of dantrolene and ryanodine on the evoked activity of neuromuscular synapses in mice. Russ J Physiol 87: 1511–1517. (In Russ)
  19. 19. Zucker RS, Regehr WG (2002) Short-Term Synaptic Plasticity. Annu Rev Physiol 64: 355–405. https://doi.org/10.1146/annurev.physiol.64.092501.114547
  20. 20. Narita K, Akita T, Hachisuka J, Huang SM, Ochi K, Kuba K (2000) Functional coupling of Ca channels to ryanodine receptors at presynaptic terminals: Amplification of exocytosis and plasticity. J Gen Physiol 115: 519–532. https://doi.org/10.1085/JGP.115.4.519
  21. 21. Verkhratsky A (2004) Endoplasmic reticulum calcium signaling in nerve cells. Biol Res 37: 693–699. https://doi.org/10.4067/s0716-97602004000400027
  22. 22. Khuzakhmetova VF, Samigullin DV, Bukharaeva EA (2014) The role of presynaptic ryanodine receptors in regulation of the kinetics of the acetylcholine quantal release in the mouse neuromuscular junction. Biochem Suppl Ser A Membr Cell Biol 8: 144–152. https://doi.org/10.1134/S199074781305005X
  23. 23. Tazerart S, Vinay L, Brocard F (2008) The persistent sodium current generates pacemaker activities in the central pattern generator for locomotion and regulates the locomotor rhythm. J Neurosci 28: 8577–8589. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.1437-08.2008
  24. 24. Bullen A, Saggan P (1999) Optical Recording from Individual Neurons in Culture. In: Windhorst U, Johansson H (eds) Modern Techniques in Neuroscience Research. Springer, Berlin, pp 89–126.
  25. 25. Grynkiewicz G, Poenie M, Tsien RY (1985) A new generation of Ca indicators with greatly improved fluorescence properties. J Biol Chem 260: 3440–3450. https://doi.org/10.1016/S0021-9258 (19)83641-4
  26. 26. Tsien RY (1989) Fluorescent Indicators of Ion Concentrations. Methods Cell Biol 30: 127–156. https://doi.org/10.1016/S0091-679X (08)60978-4
  27. 27. Adams SR (2010) How Calcium Indicators Work. Cold Spring Harb Protoe 2010(3): pdb.top70. https://doi.org/10.1101/pdb.top70
  28. 28. Tank DW, Regehr WG, Delaney KR (1995) A quantitative analysis of presynaptic calcium dynamics that contribute to short-term enhancement. J Neurosci 15: 7940–7952. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.15-12-07940.1995
  29. 29. Regehr WG, Atluri PP (1995) Calcium transients in cerebellar granule cell presynaptic terminals. Biophys J 68: 2156–2170. https://doi.org/10.1016/S0006-3495 (95)80398-X
  30. 30. Samigullin D, Fatikhov N, Khaziev E, Skorinkin A, Nikolsky E, Bukharaeva E (2015) Estimation of presynaptic calcium currents and endogenous calcium buffers at the frog neuromuscular junction with two different calcium fluorescent dyes. Front Synaptic Neurosci 6: 29. https://doi.org/10.3389/FNSYN.2014.00029
  31. 31. Samigullin DV, Bukharaeva EA (2025) Monitoring presynaptic calcium dynamics with membrane-impermeant fluorescent indicators in motor nerve endings. Biophys Rev. https://doi.org/10.1007/s12551-025-01336-4
  32. 32. Iyshedskiy A, Allana T, Lin J-W (2000) Analysis of Presynaptic Ca Influx and Transmitter Release Kinetics during Facilitation at the Inhibitor of the Crayfish Neuromuscular Junction. J Neurosci 20: 6326–6332. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.20-17-06326.2000
  33. 33. Iyshedskiy A, Lin JW (2000) Presynaptic Ca influx at the inhibitor of the crayfish neuromuscular junction: a photometric study at a high time resolution. J Neurophysiol 83: 552–562. https://doi.org/10.1152/jn.2000.83.1.552
  34. 34. Borst JGG, Sakmann B (1998) Calcium current during a single action potential in a large presynaptic terminal of the rat brainstem. J Physiol 506: 143–157. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.1998.143bx.x
  35. 35. Peng Y, Zucker RS (1993) Release of LHRH is linearly related to the time integral of presynaptic Ca elevation above a threshold level in bullfrog sympathetic ganglia. Neuron 10: 465–473. https://doi.org/10.1016/0896-6273 (93)90334-N
  36. 36. Wu LG, Betz WJ (1996) Nerve activity but not intracellular calcium determines the time course of endocytosis at the frog neuromuscular junction. Neuron 17: 769–779. https://doi.org/10.1016/s0896-6273 (00)80208-1
  37. 37. Samigullin DV, Khaziev EF, Zhilyakov NV, Bukharaeva EA, Nikolsky EE (2017) Loading a Calcium Dye into Frog Nerve Endings Through the Nerve Stump: Calcium Transient Registration in the Frog Neuromuscular Junction. J Vis Exp (125): 55122. https://doi.org/10.3791/55122
  38. 38. Fill M, Copello JA (2002) Ryanodine receptor calcium release channels. Physiol Rev 82: 893–922. https://doi.org/10.1152/physrev.00013.2002
  39. 39. De Smet P, Parys JB, Callewaert G, Weidema AF, Hill E, De Smedt H, Erneux C, Sorrentino V, Misstaan L (1999) Xestospongin C is an equally potent inhibitor of the inositol 1,4,5-trisphosphate receptor and the endoplasmic-reticulum Ca pumps. Cell Calcium 26: 9–13. https://doi.org/10.1054/CECA.1999.0047
  40. 40. Castonguay A, Robitaille R (2002) Xestospongin C is a potent inhibitor of SERCA at a vertebrate synapse. Cell Calcium 32: 39–47. https://doi.org/10.1016/s0143-4160 (02)00093-3
  41. 41. Kubota M, Narita K, Murayama T, Suzuki S, Soga S, Usukura J, Ogawa Y, Kuba K (2005) Type-3 ryanodine receptor involved in Ca-induced Ca release and transmitter exocytosis at frog motor nerve terminals. Cell Calcium 38: 557–567. https://doi.org/10.1016/j.eeca.2005.07.008
  42. 42. Suzuki S, Osanai M, Mitsumoto N, Akita T, Narita K, Kijima H, Kuba K (2002) Ca -Dependent Ca Clearance Via Mitochondrial Uptake and Plasmalemmal Extrusion in Frog Motor Nerve Terminals. J Neurophysiol 87: 1816–1823. https://doi.org/10.1152/jn.00456.2001
  43. 43. Soga-Sakakibara S, Kubota M, Suzuki S, Akita T, Narita K, Kuba K (2010) Calcium dependence of the priming, activation and inactivation of ryanodine receptors in frog motor nerve terminals. Eur J Neurosci 32: 948–962. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2010.07381.x
  44. 44. Sinha SR, Wu L-G, Saggan P (1997) Presynaptic Calcium Dynamics and Transmitter Release Evoked by Single Action Potentials at Mammalian Central Synapses. Biophys J 72: 637–651. https://doi.org/10.1016/S0006-3495 (97)78702-2
  45. 45. Sala F, Hernández-Cruz A (1990) Calcium diffusion modeling in a spherical neuron. Relevance of buffering properties. Biophys J 57: 313–324. https://doi.org/10.1016/S0006-3495 (90)82533-9
  46. 46. Lin J-W, Fu Q, Allana T (2005) Probing the endogenous Ca buffers at the presynaptic terminals of the crayfish neuromuscular junction. J Neurophysiol 94: 377–386. https://doi.org/10.1152/jn.00617.2004
  47. 47. Neher E (1998) Usefulness and limitations of linear approximations to the understanding of Ca signals. Cell Calcium 24: 345–357. https://doi.org/10.1016/S0143-4160 (98)90058-6
  48. 48. Narita K, Akita T, Osanai M, Shirasaki T, Kijima H, Kuba K (1998) A Ca-induced Ca Release Mechanism Involved in Asynchronous Exocytosis at Frog Motor Nerve Terminals. J Gen Physiol 112: 593–609. https://doi.org/10.1085/JGP.112.5.593
  49. 49. Castonguay A, Robitaille R (2001) Differential regulation of transmitter release by presynaptic and glial Ca internal stores at the neuromuscular synapse. J Neurosci 21: 1911–1922. https://doi.org/10.1523/jneurosci.21-06-01911.2001
  50. 50. Bennett MR, Farnell L, Gibson WG, Dickens P (2007) Mechanisms of calcium sequestration during facilitation at active zones of an amphibian neuromuscular junction. J Theor Biol 247: 230–241. https://doi.org/10.1016/j.jtbi.2007.03.022
  51. 51. John LM, Lechleiter JD, Camacho P (1998) Differential Modulation of SERCA2 Isoforms by Calreticulin. J Cell Biol 142: 963. https://doi.org/10.1083/JCB.142.4.963
  52. 52. He XP, Yang F, Xie ZP, Lu B (2000) Intracellular Ca and Ca/Calmodulin-Dependent Kinase II Mediate Acute Potentiation of Neurotransmitter Release by Neurotrophin-3. J Cell Biol 149: 783. https://doi.org/10.1083/JCB.149.4.783
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека